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ISSN : 1226-9999(Print)
ISSN : 2287-7851(Online)
Korean J. Environ. Biol. Vol.33 No.4 pp.412-418
DOI : https://doi.org/10.11626/KJEB.2015.33.4.412

Changes of Blood Parameters in Korean rockfish Sebastes schlegeli Subjected to Acute Hypoxia at Different Water Temperatures

Bo Young Jee, Yong Hyun Do*, Byung Hwa Min, Mi Seon Park, Hyung Gyu Hwang, Jeong In Myeong, Jae Kwon Cho
Aquaculture Management Division, National Fisheries Research & Development Institute (NFRDI), Busan 46083, Korea
Corresponding author: Yong Hyun Do, Tel. 051-720-2432, Fax. 051-720-2439, hyun5719@gmail.com
September 10, 2015 December 1, 2015 December 2, 2015

Abstract

The objective of this study was to evaluate the effects of acute hypoxia on the physiological stress responses (plasma cortisol as the primary response, and hematocrit, hemoglobin, plasma glucose, sodium, chloride, osmolality, aspartate aminotransferase (AST) and alanine aminotransferase (ALT) as the secondary responses) of Korean rockfish. The mortality in Korean rockfish started at 0.7 mg L-1 and 0.8 mg L-1 levels at 12°C and 20°C, respectively. And the time required for the mortality in experimental fish was 274 and 148 minutes at 12°C and 20°C, respectively. Levels of hematocrit, hemoglobin, AST, ALT, ion concentration, osmolality, glucose and cortisol had significantly increased with decreasing dissolved oxygen at 12°C and 20°C.


수온별 저산소 노출에 따 른 조피볼락 (Sebastes schlgeli)의 혈액성상 변화

지 보영, 도 용현*
, 민 병화, 박 미선, 황 형규, 명 정인, 조 재권
국립수산과학원 양식관리과

초록


    National Fisheries Research and Development Institute
    R2015018

    서 론

    수중생물에 있어 용존산소 (dissolved oxygen, DO)는 가 장 중요한 환경요소 중 하나이다. 수중환경에 있어서 저산 소 (hypoxia) 현상에 대한 정의는 많은 연구에서 이루어진바 있으며, 크게 두 가지로 나뉜다. 첫 번째는 수중생물이 생존 할 수 없는 DO의 범위로 보통 2.0 mg L-1 또는 그 이하로 나 타내었으며 (Chesney et al. 2000), 두 번째는 DO가 포화수 치보다 낮은 상태를 저산소로 나타내었다 (Timmerman and Chapman 2004; Hattink et al. 2005).

    저산소 현상은 계절적 변동 (광주기 및 수온), 염분약층이 나 수온약층의 형태로 나타나는 수직층위형성 (vertical stratification) 및 조류 소통 등에 의해 자연적으로도 나타날 수 있 지만 (Rosenberg et al. 1991; Pihl et al. 1992), 최근에는 인간 활동에 의해 발생하는 유기물이 자연환경으로 유입되면서 빈 번히 발생하고 있다 (Dalla via et al. 1998; Peckol and Rivers 1995). 우리나라에서도 저산소 수괴형성은 조류 소통이 원 활하지 못하고, 연안이 부영양화되어 수중에 축적된 유기물 이 많은 곳에서 여름철 수온이 상승하면서 발생한다고 알려 져 있다 (NFRDI 2009). 저산소로 인한 심각한 문제는 어류 를 비롯한 다양한 수서생물을 대량폐사시킬 수 있다는 것이 다 (Baden et al. 1990). 자연환경에서의 유영생물은 이러한 저산소 수괴로부터 도피할 수 있으나, 가두리 및 수하식 양 식생물은 자의적 도피가 불가능하므로 저산소 수괴 발생 시 피해가 불가피하다.

    급격한 저산소 노출에 따른 다양한 생리학적인 변화가 여 러 어종에서 밝혀져 있다 (Caldwell and Hinshaw 1994; Lays et al. 2009; Sun et al. 2012). 또한 저산소는 혈중 CO2, 글 루코스, hematocrit (Ht), hemoglobin (Hb)의 상승 (Smit and Hattingh 1978)과, 나아가 먹이섭식, 성장, 사료효율의 감소 를 초래한다 (Chabot and Dutil 1999). 저산소는 양식어류에 있어 뇌, 간, 근육의 에너지 대사에 장애 및 스트레스를 유발 함으로써 폐사에 직접적으로 영향을 미친다 (Van Raaij et al. 1994; Lays et al. 2009).

    조피볼락 (Sebastes schlegeli)은 성장적수온이 18~24℃로 알려져 있으며, 우리나라 연안에서 월동이 가능하고 성장속 도가 비교적 빨라 중요한 양식대상종 중 하나이며, 또한 본 종의 생태적 특성인 정착성 성질을 이용하여 연안 자원 조 성을 위해 방류되고 있는 어종이다 (Cho et al. 1998). 하지만 조피볼락이 주로 양식되고 있는 남해안은 여름철에 고수온, 저산소수괴 및 적조 등의 환경적인 문제가 빈번히 발생하고 있으며 대량폐사의 원인이 되고 있다.

    본 연구의 목적은 조피볼락을 대상으로 저산소 노출에 따 른 스트레스 반응을 조사하여 조피볼락 사육을 위한 생물학 적 기초자료를 제공하고자 하였다.

    재료 및 방 법

    1.실험어

    본 실험에 사용된 조피볼락은 충청남도 태안군에 소재한 가두리 양식장으로부터 구입하여 국립수산과학원 (부산 기 장군)의 1톤 유수식 원형 FRP 수조 2개에 각각 45마리 (평 균 전장 26.9±0.3 cm, 체중 301.1±8.0 g)를 수용한 후 2주 간 적응시켰다. 이 기간 동안 수온, 염분 및 용존산소는 각각 12.5±0.3℃, 34.0±0.1 psu, 7.7±0.2 mg L-1였다. 하루에 2 회 상업용 배합사료를 공급하였고, 실험 24시간 전부터는 절 식하였다.

    2.실험 조건

    조피볼락의 저산소 노출실험은 12℃와 20℃에서 실시하 였다. 설정 수온은 수온환경조절장치 (Aquatron, Yuwon Co., Korea)를 이용하여 유지하였으며, 실험 전 각각의 수온에서 10일간 적응시켰다. 적응기간 동안 유입수량과 에어레이션을 증가시켜 DO를 포화상태로 유지하였다. 저산소 상태는 수 중에 질소가스 (N2)를 일정하게 주입 (1.5 L min-1)하여 DO를 감소시켜 만들었으며, 그 변화를 수질측정기 (YSI-556NPS, USA)로 모니터링하였다.

    3.혈액 채취 및 분석

    스트레스 반응 조사를 위한 채혈은 DO 농도가 각 수온에 서 100, 50, 30, 10% 및 폐사 직전 (비정상적인 유영과 자의적 인 유영이 불가능한 상태)에 실시하였으며, 채혈 시기의 DO 농도는 Table 1과 같다. 혈액 샘플링 시 수조로부터 8마리의 실험어를 포획하여 즉시 마취 (tricaine methan sulphonate, MS-222, Sigma, USA; 150 ppm)시킨 후, heparin sodium 처 리된 주사기 (3 mL)를 사용하여 실험어의 미부혈관으로부터 혈액을 채취하였으며, 2반복으로 진행하였다. 혈액의 일부는 Ht 및 Hb을 측정에 사용하였으며, 나머지는 원심분리 (4℃, 10,000 rpm, 15분)하여 혈장을 분리하여 분석전까지 - 80℃ 의 초저온 냉동고에 보관하였다.

    Ht는 혈액을 모세유리관에 넣어 원심분리 (10,000 rpm, 10 분)하여 Ht 측정판 (MICRO-HAEMATOCRIT READER, Hawksley Co, UK)으로, Hb은 자동생화학분석기 (Fuji drychem 4000i, Fujifilm Co., Japan)로 측정하였다.

    Ht는 혈액을 모세유리관에 넣어 원심분리 (10,000 rpm, 10 분)하여 Ht 측정판 (MICRO-HAEMATOCRIT READER, Hawksley Co, UK)으로, Hb은 자동생화학분석기 (Fuji drychem 4000i, Fujifilm Co., Japan)로 측정하였다.

    혈장 코티졸은 cortisol EIA kit (Oxford, USA)를 사용하여 효소면역분석 (enzyme immunoassay, EIA)로 측정하였다. 코 티졸의 분석 시 Inter-assay coefficients of variation (CV) 및 Intra-assay CV는 각각 9.8% 및 4.5%이었다. 혈장의 글루코 스 및 aspartate aminotransferase (AST), alanine aminotransferase (ALT), Na+, K+ 및 Cl-은 자동생화학분석기, 삼투질 농도는 삼투압측정기 (Vapro 5520, WESCOR Co., USA)로 측정하였다.

    4.통계분석

    실험 결과의 자료값은 평균±표준오차로 나타내었으며, SPSS 통계프로그램 (ver. 18.0)을 사용하여 one way-ANOVA 및 Duncan’s multiple range test로 유의성을 검정하였다 (P<0.05).

    결 과

    1.폐사 산소 농도

    조피볼락의 폐사가 처음으로 발생하기 시작한 DO 농도는 12℃와 20℃에서 각각 0.7 mg L-1, 0.8 mg L-1로 비슷하였으 며, 소요시간은 각각 274분, 148분으로 나타났다 (Fig. 1).

    2.코티졸 및 글루코스

    코티졸은 12℃에서 DO 농도가 100%일 때 29.4±12.1 ng mL-1이었던 것이, 폐사 직전에 146.3±16.0 ng mL-1로 약 5 배 증가하였다. 20℃에서도 100%일 때 39.5±8.0 ng mL-1 로 나타났으나, 폐사 직전에 93.0±13.3 ng mL-1로 약 2배 증 가하였다 (Fig. 2).

    글루코스 수치는 12℃에서 DO 농도가 100%일 때 113.9± 17.6 mg dL-1에서 10%일 때 195.9±27.5 mg dL-1, 폐사 직 전에 309.9±14.6 mg dL-1로 유의하게 증가하였다. 20℃에 서도 100%일 때 93.3±20.4 mg dL-1에서 50%일 때 123.5± 24.2 mg dL-1, 폐사 직전에 259.4±20.9 mg dL-1로 증가하였 다 (Fig. 3).

    3.Ht 및 Hb

    12℃에서 Ht는 DO의 농도가 100%일 때 30.7±1.0%에 서 30%일 때 35.9±1.1%, 폐사 직전에 44.2±1.0%로 증가 하였다. Hb도 DO 농도 100%일 때 8.4±0.4 g dL-1에서 10% 일 때 9.9±0.4 g dL-1로 유의하게 증가하여 폐사 직전에는 10.8±0.3 g dL-1로 나타났다. 20℃에서도 Ht와 Hb는 DO 농 도가 감소할수록 증가하는 경향을 보였다 (Table 2).

    4.AST 및 ALT

    12℃에서 AST 수치는 DO의 농도가 100%일 때 10.0± 1.1 U L-1에서 10%와 폐사 직전에 각각 22.3±5.1 U L-1와 26.1±5.5 U L-1로 증가하였다. ALT 수치도 100%일 때 4.3± 0.2 U L-1로 나타났으나, 10%와 폐사 직전에 각각 6.0±0.8 U L-1와 6.4±0.5 U L-1로 증가하였다. 20℃에서 AST 수치 는 DO의 농도가 100%일 때 14.5±3.4 U L-1로 나타났으나 폐사 직전에 8.4±0.9 U L-1로 증가하였으며, ALT 수치도 폐 사 직전에 8.4±0.9 U L-1로 증가하였다 (Table 2).

    5.이온 및 삼투질 농도

    Na+ 농도는 12℃에서 DO 농도가 100%일 때 164.1±1.2 mmol L-1로 나타났으며, 폐사 직전에 171.7±0.9 mmol L-1 로 폐사 직전에 증가하는 경향을 나타내었다. 20℃에서도 100%일 때 166.0±0.6 mmol L-1로 나타났으나, 12℃와 마 찬가지로 폐사 직전에 증가하는 경향을 나타내었다. K+ 농 도는 12℃에서 DO 농도가 100%일 때 1.3±0.1 mmol L-1 에서 30% 1.6±0.1 mmol L-1로 증가하기 시작하여 폐사 직 전에 1.8±0.1 mmol L-1로 나타났다. 20℃에서는 100%일 때 1.8±0.1 mmol L-1에서 10%와 폐사 직전에 각각 2.3± 0.1 mmol L-1와 2.5±0.1 mmol L-1로 증가하였다. Cl- 농도 는 12℃에서 DO 농도가 100%일 때 145.7±1.6 mmol L-1 에서 30% 151.6±1.7 mmol L-1로 증가하였으며, 20℃에서 는 폐사 직전에 증가하였다. 삼투질 농도는 12℃에서 DO 농 도가 100%일 때 349.4±2.8 mOsm kg-1로 나타났으나 10% 와 폐사 직전에 각각 353.6±2.8 mOsm kg-1과 378.3±1.9 mOsm kg-1로 증가하였다. 20℃에서도 100%일 때 337.8± 3.1 mOsm kg-1로 나타났으나, 10%와 폐사 직전에 증가하였 다 (Table 3).

    고 찰

    수중에 녹아 있는 DO는 수중동물의 호흡에 필요한 중요 요인으로, 수중동물의 생리·생태학적 조건에 큰 영향을 미 친다 (Do et al. 2014). 또한 DO 농도가 낮은 저산소 조건에서 어체의 생리·생화학적인 적응과 관련된 연구들이 보고된 바도 있다 (Pollock et al. 2007; Min et al. 2013). 이러한 DO 는 포화산소량과 관련하여 수온의 영향을 많이 받고 있으며, 본 연구에서도 12℃와 20℃의 폐사가 발생하기 시작하는 시간이 차이를 나타내었다. 이것은 어체가 스트레스 환경에 서 항상성을 유지하는 데 있어서 수온이 영향을 미치는 것 으로 판단할 수 있다. Saint-Paul (1984)에 의하면 tambaqui Colossoma macropomum을 저산소 조건에서 계절적인 혈액 성상 변화를 조사한 결과, Hb과 적혈구 수가 수온이 높은 시 기에 더 크게 증가했다고 보고하였다. 이것은 높은 수온의 저산소 조건에서 어체가 항상성을 유지하기 위해 더 큰 에 너지를 필요로 하는 것으로 판단할 수 있었다.

    어류에서 코티졸은 corticosteroid로 스트레스를 받는 동안 혈장의 코티졸 농도가 뚜렷하게 상승하므로, 주로 스트레스 지표로 이용된다 (Mommsen et al. 1999). 저산소 노출은 스트 레스 요인 중 하나로서 이에 따른 어체의 코티졸 상승은 감 성돔 (Acanthopagrus schlegeli), 대서양대구 (Gadus morhua), spotted wolfish 등의 어종에서 보고되고 있다 (Herbert and Steffensen 2005; Lays et al. 2009; O’Connor et al. 2011; Min et al. 2013). 스트레스에 의해 일어나는 혈중 코티졸의 상승 은 글루코스 신생합성 (gluconeogenesis)을 촉진시켜 글루코 스의 혈중 분비를 증가시키며, 본 연구에서도 동일한 현상이 관찰되었다. 이렇게 증가된 글루코스는 스트레스로 인해 증 가된 에너지 요구를 충족시켜 항상성을 유지할 수 있도록 한 다 (Vijayan et al. 1997). 저산소 스트레스 요인에 의한 글루코 스의 증가는 틸라피아 (Oreochromis niloticus) (Delaney and Klesius 2004), 시베리안 철갑상어 (Acipenser baeri) (Maxime et al. 1995) 등 여러 어종에서 나타나고 있으며, 본 연구에서 도 저산소 노출은 혈장의 글루코스 상승을 유도하였다. 이 와 같은 어체의 혈장 코티졸과 글루코스의 동반상승은 스트 레스의 일차적 지표로 가장 널리 이용되며, 혈액의 Ht, Hb, AST 및 ALT 등은 이차적 지표로서 어체의 건강도 및 생리 활성을 평가하는 데 이용된다 (Davis and Parker 1990). 또한 본 연구에서 12℃에서의 코티졸의 상승폭이 20℃보다 더 높게 나타나는 경향을 보였다. 이 결과는 폐사가 발생하기 시작하는 농도에 도달하기까지의 시간이 12℃가 20℃보다 약 2배 정도 더 소요되어 장시간 스트레스 요인에 노출되었 기 때문으로 판단할 수 있다.

    Ht 및 Hb과 같은 혈액학적 인자는 스트레스 반응을 나타 내지만, 생체의 산소소비능력을 나타내기도 한다 (Chang et al. 1999). 본 연구에서 12℃와 20℃의 DO를 감소시키면서 Ht와 Hb의 변화를 관찰한 결과 모두 수치가 증가하는 경향 을 나타내었다. 저산소에 의한 Ht의 증가는 rock perch Scorpaena porcus, sea carp Diplodus annularis, jack mackerel Trachurus mediterraneus (Silkin and Silkaina 2005) 등의 어 류에서 보고된 바 있으며, 본 연구의 결과와도 일치하였다. Ht의 증가는 적혈구수의 증가를 비롯하여 적혈구 팽창, 혈장 감소 또는 이러한 요인들의 조합에 따라 나타난다고 하였다 (Peterson 1990). 또한 Qureshi et al. (1995)에 의하면 저산소 에 노출된 Cyprinion watsoni의 혈중 Hb 수치가 증가했다고 보고된바 있으며, 본 연구의 결과와 일치하였다. 그리고 저 산소에 노출된 어류의 Hb는 산소와의 결합력이 증가한다고 알려져 있다 (Wood and Johansen 1972; Randall 1982; Val et al. 1995). 본 연구에서도 Ht와 Hb은 12℃ 및 20℃의 DO 농 도가 낮아질수록 증가하는 경향을 나타내었으며, 이와 같은 결과는 저산소의 환경 조건에서 어류가 산소 운반능력을 높 여 체내 항상성을 유지하기 위한 노력으로 판단할 수 있다.

    해산어류와 담수어류 모두에서 이온 및 산-염기 조절작용 이 일어나는 주된 기관은 아가미이며 (McDonald et al. 1982), 아가미 조직에서 일어나는 이온교환을 통해 이러한 조절이 가능하다고 보고된바 있다 (Heisler 1986). 어류에 작용하는 스트레스 요인들은 삼투압조절에 혼란을 야기시켜 혈장의 Na+, K+, Cl- 및 삼투질 농도의 변화를 초래한다고 보고된 바 있다 (Nolan et al. 1999; Choi et al. 2007). 어류는 체내에 일정한 염분을 유지함으로써 세포 내외의 이온 경사를 유지 하며, 이러한 이유로 끊임없이 삼투압 조절 작용을 하게 된 다 (Min et al. 2013). 하지만 본 연구에서 12℃와 20℃ 모두 DO가 감소함에 따라 이온 농도 및 삼투질 농도가 증가하는 경향을 나타내었다. 이 결과는 저산소가 스트레스 요인으로 작용하여 조피볼락의 삼투압 조절 능력에 영향을 미친 것으 로 판단할 수 있다.

    AST와 ALT는 아민기 전이효소로 척추동물의 간 기능을 나타내는 일반적인 지표가 되며, 어류에서는 수온변화, 저산 소, pH, 암모니아, 중금속에 등에 의한 스트레스 반응을 평가 하는 데 사용되고 있다 (Pan et al. 2003). 본 연구에서도 12℃ 와 20℃ 모두 폐사 직전에 AST와 ALT 수치가 상승하는 결 과를 나타내었다. 이 결과는 저산소에 의한 스트레스 반응으 로 폐사 직전에 간세포의 손상이 나타나 AST와 ALT 수치가 상승한 것으로 판단된다.

    저산소는 조피볼락에 스트레스 요인으로 작용하여 스트레 스 지표 호르몬인 코티졸의 상승을 유발하였으며, 2차적 반 응으로 글루코스, Ht, Hb, 이온, 삼투질 농도, AST, ALT의 상 승을 유발한 것으로 판단된다. 또한 높은 수온의 저산소 조 건에서 조피볼락의 폐사가 일어나는 시간 및 DO 농도가 더 빠른 것으로 나타났다.

    적 요

    12℃에서 DO 농도가 0.7 mg L-1일 때 조피볼락의 폐사가 발생하였으며, 소요시간은 274분이었다. 20℃에서는 DO 농 도가 0.8 mg L-1일 때 조피볼락의 폐사가 발생하였으며, 소 요시간은 148분이었다. DO 농도의 감소는 스트레스 요인으 로 작용하여 12℃와 20℃에서 1차적으로 코티졸 및 글루코 스 농도를 상승시켰다. 또한 Ht, Hb, AST, ALT, 이온 농도, 삼투질 농도도 12℃와 20℃에서 폐사 직전에 증가하는 경 향을 보였다.

    Figure

    KJEB-33-412_F1.gif

    Profile of dissolved oxygen (%) of hypoxia treatment at 12℃ (up) and 20℃ (down) on Korean rockfish Sebastes schlegeli. ○: the point of starting mortalities {up: 0.7 mg L-1 (7.7%), down: 0.8 mg L-1 (10.9%)}.

    KJEB-33-412_F2.gif

    Levels of cortisol in Korean rockfish Sebastes schlegeli on decreasing dissolved oxygen at 12℃ and 20℃. Values are mean±S.E. Different letters indicate significant difference (P<0.05).

    KJEB-33-412_F3.gif

    Levels of glucose in Korean rockfish Sebastes schlegeli on decreasing dissolved oxygen at 12℃ and 20℃. Values are mean±S.E. Different letters indicate significant difference (P<0.05).

    Table

    Concentration of dissolved oxygen (DO) at each sampling times (percent saturation) in 12°C and 20°C

    Levels of hematocrit (Ht), hemoglobin (Hb), aspartate aminotransferase (AST) and alanine aminotransferase (ALT) in Korean rockfish Sebastes schlegeli on decreasing dissolved oxygen (DO) at 12°C and 20°C

    WT: water temperature.
    Values are mean±S.E. Different letters indicate significant difference (P<0.05).

    Plasma Na+, K+, Cl- and osmolality levels of Korean rockfish Sebastes schlegeli on decreasing dissolved oxygen (DO) at 12°C and 20°C

    WT: water temperature.
    Values are mean±S.E. Different letters indicate significant difference (P<0.05).

    Reference

    1. Baden SP , Pihl L , Rosenberg R (1990) Effects of oxygen depletion on the ecology, blood physiology and fishery of the Norway lobster Nephrops norvegicus , Mar. Ecol. Prog. Ser, Vol.67 ; pp.141-155
    2. Caldwell CA , Hinshaw J (1994) Physiological and hematological responses in rainbow trout subjected to supplemental dissolved oxygen in fish culture , Aquaculture, Vol.126 ; pp.183-193
    3. Chabot D , Dutil JD (1999) Reduced growth of Atlantic cod in non-lethal hypoxic condition , J. Fish. Biol, Vol.55 ; pp.472-491
    4. Chang YJ , Park MR , Kang DY , Lee BK (1999) Physiological responsees of cultured olive flounder Paralichthys olivaceus on series of lowering seawater temperature sharply and continuously , J. Korean Fish. Soc, Vol.32 ; pp.601-606
    5. Chesney EJ , Baltz DM , Thomas RG (2000) Louisiana estuarine and coastal fisheries and habitatsm, Perspectives from a fish's eye view , Ecol. Appl, Vol.10 ; pp.350-366
    6. Cho SH , Hur SB (1998) Effects of enrichment of rotifers and Artemia on larvae mass production of rockfish Sebastes schlegeli , J. Aquaculture, Vol.11 ; pp.437-447
    7. Choi CY , Min BH , Jo PG , Chang YJ (2007) Molecular cloning of PEPCK and stress response of black porgy Acanthopagrus schlegeli to increased temperature in freshwater and seawater , Gen. Comp. Endocrinol, Vol.152 ; pp.47-53
    8. Dalla Via D , Van den Thillart G , Cattani O , Cortesi P (1998) Behavioural responsees and biochemical correlates in Solea solea to gradual hypoxic exposure , Can. J. Zool, Vol.76 ; pp.2108-2113
    9. Davis KB , Parker NC (1990) Physiological stress in striped bass: Effect of acclimation temperature , Aquaculture, Vol.91 ; pp.349-358
    10. Delaney MA , Klesius PH (2004) Hypoxic conditions induce Hsp70 production in blood, brain and head kidney of juvenile Nile tilapia Oreochromis niloticus (L.) , Aquaculture, Vol.236 ; pp.633-644
    11. Do YH , Min BH , Myeong JI , Jee YJ , Chang YJ (2014) Effects of water temperature and salinity on blood properties and oxygen consumption in hagfish Eptatretus burgeri , J. Fish. Mar. Sci. Edu, Vol.26 ; pp.214-222
    12. Hattink J , De BoecG k , Blust R (2005) The toxicokinetics of cadmium in carp under normoxic and hypoxic conditions , Aquat. Toxicol, Vol.75 ; pp.1-15
    13. Heisler N (1986) Acid-base regulation in fishes , In Acid-Base Regulation in Animals, ; pp.397-450
    14. Herbert N , Steffensen J (2005) The response of Atlantic cod Gadus morhua, to progressive hypoxia: fish swimming speed and physiological stress , Mar. Biol, Vol.147 ; pp.1403-1412
    15. Lays N , Iversen MMT , Frantzen M , Jørgensen EH (2009) Physiological stress responses in spotted wolffish Anarhichas minor subjected to acute disturbance and progressive hypoxia , Aquaculture, Vol.295 ; pp.126-133
    16. Maxime V , Nonnotte G , Peyraud C , Williot P , Truchot JP (1995) Circulatory and respiratory effects of an hypoxic stress in the Siberian sturgeon , Respir. Physiol, Vol.100 ; pp.203-212
    17. McDonald DG , Walker RL , Wilkes PRH , Wood CM (1982) H+ excretion in the marine teleost Parophrys vetulus , J. Exp. Biol, Vol.123 ; pp.123-144
    18. Min BH , Park MS , Myeong JI , Hwang HG (2013) Physiological stress responses in black seabream Acanthopagrus schlegerii subjected to acute hypoxia , Kor. J. Fish. Aquat. Sci, Vol.46 ; pp.819-826
    19. Mommsen TP , Vijayan MM , Moon TW (1999) Cortisol in teleosts: dynamic, mechanisms of action, and metabolic regulation , Rev. Fish. Biol. Fish, Vol.9 ; pp.211-268
    20. NFRDI (2009) Handbook on Oceanography, Marine Environment and Hamful Marine Organisms , Hexagondesign. Busan. Korea, ; pp.108-113
    21. Nolan DT , Op't Veld RLJM , Balm PHM , Wendelaar Bonga SE (1999) Ambient salinity modulates the response of the tilapia Oreochromis mossambicus (Peters) to net confinement , Aquaculture, Vol.177 ; pp.297-309
    22. O'Connor EA , Pottinger TG , Sneddon LU (2011) The effects of acute and chronic hypoxia on cortisol, glucose and lactate concentrations in different populations of threespined stickleback , Fish. Physiol. Biochem, Vol.37 ; pp.461-469
    23. Pan CH , Chien YH , Hunter B (2003) The resistance to ammonia stress of Penaeus monodon Fabricius juvenile fed diets supplemented with astaxanthin , J. Exp. Mar. Biol. Ecol, Vol.297 ; pp.107-118
    24. Peckol P , Rivers JS (1995) Physiological responsees of the opportunistic macroalgae Cladophora vagabunda (L) Vandenhoek and Gracilaria tikvahiae (Mclachlan) to environmental disturbances associated with eutrophication , J. Exp. Mar. Biol. Ecol, Vol.190 ; pp.1-16
    25. Peterson MS (1990) Hypoxia-induced physiological changes in two mangrove swamp fishes: sheepshead minnow Cyprinodon variegatus lacepede and sailfin molly Poecilia latipinna , Comp. Biochem. Physiol. A, Vol.97 ; pp.17-21
    26. Pihl L , Baden SP , Diaz RJ , Schaffner LC (1992) Hypoxiainduced structural changes in the diet of bottom feeding fish and crustacea , Mar. Biol, Vol.112 ; pp.349-361
    27. Pollock MS , Clarke LMJ , Dube MG (2007) The effects of hypoxia on fishes: from ecological relaevance to physiological effect , Environ. Rev, Vol.15 ; pp.1-14
    28. Qureshi IZ , Hafeez MA , Shaikh SA (1995) Hematological response of the fish, Cyprinion watsoni, to hypoxia, anemia and hyperthermia , Pak. J. Zool, Vol.27 ; pp.219-227
    29. Randall D (1982) The control of respiration and circulation in fish during exercise and hypoxia , J. Exp. Biol, Vol.100 ; pp.275-288
    30. Rosenberg R , Hellman B , Johansson B (1991) Hypoxic tolerance of marine benthic fauna , Mar. Ecol. Prog. Ser, Vol.79 ; pp.127-131
    31. Silkin YA , Silkina EN (2005) Effect of hypoxia on physiological- biochemical blood parameters in some marine fish , J. Evolutionary Biochem. Physiol, Vol.41 ; pp.527-532
    32. Smit GL , Hattingh H (1978) The effect of respiratory stress on carp hemoglobin , Comp. Biochem. Physiol. A, Vol.59 ; pp.369-374
    33. Sun H , Li J , Tang L , Yang Z (2012) Responses of crucian carp Carassius auratus to long-term exposure to nitrite and low dissolved oxygen levels , Biochem. Syst. Ecol, Vol.44 ; pp.224-243
    34. Timmerman CM , Chapman LJ (2004) Behavioral and physiological compensation for chronic hypoxia in the sailfin molly Poecilia latipinna , Physiol. Biochem. Zool, Vol.77 ; pp.601-610
    35. Val A , Lessard J , Randall DJ (1995) Effects of hypoxia on rainbow trout Oncorhynchus mykiss - Intraerythrocytic phosphates , J. Exp. Biol, Vol.198 ; pp.305-310
    36. Van Raaij MTM , Bakker E , Nieveen MC , Zirkzee H , van den Thillart GEEJM (1994) Energy status and free fatty acid patterns in tissues of common carp Cyprinus carpio, L. and rainbow trout Oncorhynchus mykiss, L. during severe oxygen restriction , Comp. Biochem. Physiol. A, Vol.109 ; pp.755-767
    37. Vijayan MM , Pereira CE , Grau G , Iwama GK (1997) Metabolic responses associated with confinement stress in tilapia: the role of cortisol , Comp. Biochem. Physiol. C, Vol.116 ; pp.89-95
    38. Wood SC , Johansen K (1972) Adaptation to hypoxia by increased HbO2 affinity and decreased red cell ATP concentration , Nat. New. Biol, Vol.237 ; pp.278-293